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Dalian finesse bio - technologie Co., Ltd
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Gel de bromure d'hydrogénure d'agarose

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Catégorie de produit
Lieu d'origine

Vue d'ensemble

Cnbr Activated sepharose 4b $R $N bromhydrate d'agarose gel 4b $R $N Application: charge de chromatographie d'affinité $R $N emballage: 15 g

Détails du produit

CNBr activé Sepharose 4B
Gel de bromure d'hydrogénure d'agarose4B
Application: remplissage chromatographique d'affinité
Détails d'emballage: paquet solide de 15 grammes, 100 grammes, 250g

Pour assurer la performance du produit et un fonctionnement sans tracas, veuillez lire attentivement ce manuel avant utilisation et consulter le support technique après - vente de notre société ou le personnel de vente local pour toute question (voir annexe).

1. Présentation du produit

Cnbr focurose 4ff est un milieu de purification à débit rapide contenant des groupes cyanates Après activation par le bromure de cyanogène, adapté au couplage de protéines, de Polypeptides, d'acides nucléiques et autres biomolécules contenant des groupes aminés. Vérifié à plusieurs reprises dans le processus de purification biomédicale, il a été largement utilisé.

Les caractéristiques sont les suivantes:

A. large application,Gel de bromure d'hydrogénure d'agarosePeut convenir pour le couplage de macromolécules biologiques contenant des groupes aminés.

B. couplage multipoint, simple, flexible, rapide, efficace et efficace pour maintenir l'activité biologique et la stabilité des biomolécules.

C. débit rapide, rendement élevé, facile à amplifier.

Tableau 1: paramètres de performance des médias

Substrat

Agarose hautement réticulé 4%

Gamme de tailles de particules

45-165µm

Taille moyenne des particules

90µm

Combiner la charge

30 mg (trypsinogen) / ML (média)

Stabilité du pH

3 - 11 (à long terme) 2 - 11 (à court terme)

Débit maximal

700 cm/h

Pression de fonctionnement

≤0.3MPa

Solution de stockage

100% acétone

Température de stockage

4-8℃

2. Conditions de couplage

A. nettoyage (liquide a)

Prendre la bonne quantité de colle décantée (environ 1,0 ml après 0,83 g de lavage terminé), remettre le milieu en suspension avec 5 fois le volume de liquide a et essorer la solution après 5 min. Répétez cette étape 5 fois.

Remarque: Cette étape est utilisée pour activer le milieu, afin de garantir que le volume de nettoyage du liquide a doit être suffisant, le temps de nettoyage est fixé à environ 0,5 H (le temps est trop long pour que le Groupe sur le milieu hydrolyse).

B. préparation des solutions de Ligands

Les biomolécules à coupler sont dissoutes avec du liquide B ou les biomolécules sont déplacées dans du liquide B (concentration de biomolécules de 1 à 10 mg / ML, recommandée à 5 mg / ML).

Remarque: Assurez - vous que le pH et la concentration en sel au moment du couplage sont conformes au liquide B.

C. couplage

Le milieu lavé et l'échantillon préparé sont mélangés en proportions égales (rapport volumique) et mélangés doucement à température ambiante pendant 3 à 4 h. après avoir déterminé le succès du couplage (l'efficacité du couplage est déterminée par la détermination de la teneur en biomolécules avant et après le couplage), la solution est essorée.

Remarque: le couplage est recommandé pour le couplage 3 - 4h à température ambiante. Pour les Ligands instables, il est recommandé de coupler 4 - 8 ℃ pendant une nuit.

D. (c liquide) Nettoyage

Le milieu couplé est remis en suspension avec 5 fois le volume de liquide C et la solution est à nouveau essorée. Répétez cette étape 3 fois de plus.

Remarque: Cette étape est utilisée pour nettoyer les biomolécules restantes dans le milieu, à laver *.

E. fermeture

La resuspendation est effectuée avec 5 fois le volume de liquide C et, après 3 - 4 heures d'agitation douce à température ambiante, la solution est essorée.

Remarque: Cette étape est utilisée pour fermer le Groupe au - dessus du milieu, un mélange doux à température ambiante pendant 3 à 4 heures est correct.

F. (liquide D et liquide e) Nettoyage

Le milieu fermé est remis en suspension avec 5 fois le volume de liquide D et la solution est essorée après 5 min; Le milieu est remis en suspension avec 5 fois le volume de e liquide et la solution est essorée après 5 min. Répétez cette étape 3 fois.

Remarque: Cette étape est utilisée pour nettoyer les biomolécules qui ne sont pas couplées assez étroitement.

G. préservation

Le milieu est essoré après resuspendation avec 5 fois le volume d'eau purifiée, essoré après resuspendation avec 5 fois le volume d'éthanol à 20% et enfin conservé par trempage dans de l'éthanol à 20%.

Remarque: Cette étape est utilisée pour conserver le support et éviter la croissance microbienne.

H. formulation de la solution

Liquide a: 0.001mhcl, 0.5M NaCl, pH ajusté 3.0, 4 - 8 ℃ conservation (le liquide a doit être pré - refroidi avant utilisation).

Liquide B: NaHCO 3 0,2 m, NaCl 0,5 m, pH ajusté 8,3 (si la molécule biologique à coupler est une IgG, pH=8.5-9.0), Conservation à température ambiante.

C liquide: tris - HCl 0,1 m, pH ajusté 8,3, conservation à température ambiante.

D liquide: tris - HCl 0,05 M, NaCl 0,5 m, pH ajusté 8,5, conservation à température ambiante.

E liquide: ammoniaque Gan 0,05 M, 0,5 mnacl, pH ajusté 3,5, conservation à température ambiante.

F liquide: NaCl 1,0 m, conservé à température ambiante.

3. Nettoyage

Certaines substances fortement liantes (par exemple, certaines protéines fortement liées, protéines dénaturées, lipides, etc.) peuvent être éliminées après le lavage, ce qui permet d'obtenir d'excellentes propriétés du milieu de récupération (par exemple, charge, fluidité, effet de colonne, etc.).

Il est recommandé d'effectuer un nettoyage après chaque 5 Utilisations, la fréquence de nettoyage spécifique doit être ajustée en fonction de la propreté de l'échantillon initial purifié.

1) Nettoyage conventionnel

A. rincer avec 5 - 10 fois le volume de la colonne d'eau purifiée.

B. rincer avec 5 à 10 fois le volume de la colonne de liquide D.

C. rincer avec 5 - 10 fois le volume de la colonne E liquide.

D. rincer avec 5 à 10 fois le volume de la colonne de liquide f.

E. rincer avec 5 - 10 fois le volume de la colonne d'eau purifiée.

F. conserver après rinçage avec 5 à 10 fois le volume de la colonne à 20% d'éthanol.

2) Nettoyage Intense

A. immédiatement après le rinçage avec 2 - 5 fois le volume de la colonne 0,2% de détergent non ionique, rincer avec 5 - 10 fois le volume de la colonne d'eau purifiée.

B. après rinçage avec 2 à 5 fois le volume de la colonne de chlorhydrate de Guanidine 6m, rincer immédiatement avec 5 à 10 fois le volume de la colonne d'eau purifiée.

C. conserver après rinçage avec 5 à 10 fois le volume de la colonne à 20% d'éthanol.

Remarque: l'application de conditions de nettoyage intenses dépend principalement de la stabilité de la biomolécule couplée, avant d'utiliser cette condition de nettoyage, il est recommandé de faire une petite pré - expérience pour vérifier la stabilité de la biomolécule.

4. Cas d'application

Cas 1

Cas II

5. Questions fréquemment posées

Tableau 2: problèmes courants et solutions

problème

Causes possibles

solution

Faible efficacité de couplage

1.b la concentration de sel liquide ou le pH ne sont pas corrects

Détecter si la formulation du liquide B est correcte

2. Temps de couplage insuffisant

Prolonger le temps de couplage

3. Le remplissage préactivé n'est pas approprié

Essayez d'autres types de charges pré - activées

La cible ne se lie pas au milieu lors de la purification

Ou moins combiné

1. Surcharge de l'échantillon supérieur

Réduire l'échantillon supérieur

2. Vitesse d'échantillon supérieure trop rapide

Réduire le débit d'échantillon supérieur

3. Agrégation des protéines ou des lipides dans le milieu

Nettoyage rapide et efficace des médias

4. L'échantillon est inactivé pendant le stockage ou l'échantillonnage

Stockage correct de l'échantillon à purifier pour maintenir l'activité de l'échantillon

5. Faible proportion de Ligands et de cibles liés

Essayez d'augmenter la concentration de Ligands lors du couplage

6. Dégradation des Ligands pendant le couplage ou le nettoyage

Détection de la stabilité des Ligands lors du couplage ou du lavage

Aucune cible collectée à l'élution

Ou seulement un petit nombre de cibles collectées

1. La cible n'est pas liée au milieu ou en moins grande quantité

Réduire le débit de l'échantillon supérieur et vérifier la capacité de liaison des médias

2. Conditions d'élution inappropriées

Modifier les conditions d'élution correspondantes ou renforcer la capacité d'élution de l'éluant

3. La cible apparaît précipité aggloméré dans les conditions de l'éluant

Détection de la stabilité de la cible dans les conditions de l'éluant (concentration en sel et pH, etc.)

Faible pureté de la cible


1. L'échantillon n'a pas été traité avant

L'échantillon doit être centrifugé ou filtré avant la colonne supérieure

2. Viscosité de l'échantillon trop élevée

Diluer correctement l'échantillon avec un liquide d'équilibrage pour réduire la viscosité.

3. Lavage non *

Volume de mélange de lavage accru jusqu'à la ligne de base lisse et conforme au liquide d'équilibre

4. Protéines ou lipides impuretés agglomèrent et précipitent dans le milieu

Nettoyage rapide et efficace des médias

5. Mauvaises conditions d'élution, vitesse d'élution trop rapide, gradient trop raide.

Ajustement des conditions d'élution

6. Dégradation de la cible

Détection de la stabilité de la cible

7. Mauvais effet de remplissage de la colonne

Recharger ou acheter

8. Apparition d'adsorption non spécifique des impuretés

Sélection appropriée des additifs pour réduire l'adsorption non spécifique

9. Plus grand volume d'échantillon de stockage sur le dessus de la colonne de séparation

Recharger la colonne ou réduire le volume des échantillons de stockage

10. Croissance microbienne dans le milieu

Après l'utilisation du média, veuillez sauvegarder le média correctement et à temps

Baisse de la charge média

1. Vitesse d'échantillon supérieure trop rapide

Réduire le débit d'échantillon supérieur

2. Les protéines ou les lipides s'accumulent dans le milieu, entraînant une diminution de la charge.

Nettoyage des médias à temps

3. Trop d'utilisation, le Ligand apparaît tomber

Reconnecter un nouveau média

4. L'échantillon est inactivé pendant le stockage ou le processus d'échantillonnage, ne peut pas être mieux lié au Ligand

Stockage correct de l'échantillon à purifier pour maintenir l'activité de l'échantillon

Pic chromatographique monte lentement

Remplissage des médias trop serré

Recharger la colonne

Pointe de la chromatographie glisser

Remplissage des médias trop lâche

Recharger la colonne

Lit de colonne fissuré ou sec

Apparition de fuites ou introduction de bulles volumineuses

Vérifier les fuites ou les bulles dans les lignes, recharger la colonne

Débit liquide plus lent


1. Agrégation de protéines ou de lipides

Nettoyage rapide des médias ou des membranes filtrantes

2. Précipitation des protéines dans le milieu

Ajustement des composants du liquide d'équilibre et de l'éluant pour maintenir la stabilité de la cible et l'efficacité de liaison du milieu

3. Croissance microbienne dans la colonne de séparation

Les réactifs utilisés doivent être filtrés et dégazés;

L'échantillon doit être centrifugé ou filtré avant la colonne supérieure


6. Informations de commande

Tableau 3: formulaire d'information de commande

produit

Spécifications (ML)

Référence

CNBr Focurose 4FF

25

HZ1001-2

CNBr Focurose 4FF

100

HZ1001-2

CNBr Focurose 4FF

500

HZ1001-2

CNBr Focurose 4FF

1000

HZ1001-2

Remarque: les produits d'emballage de grande spécification ou d'autres achats de produits, veuillez consulter les ventes locales ou le support technique avant - vente de cette société.